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Electroforesis

De Wikipedia, la enciclopedia libre

Electroforesis en gel: 6 "pistas de ADN". En la primera fila (izquierda), se utilizó como referencia ADN con tamaños de fragmentos conocidos. Diferentes bandas indican diferentes tamaños de fragmento (cuanto más pequeño, más rápido se desplaza, más bajo está en la imagen); diferentes intensidades indican diferentes concentraciones (cuanto más brillante, más ADN).

En química, la electroforesis es el movimiento de partículas dispersas cargadas o moléculas cargados disueltas relativas a un fluido bajo la influencia de un campo eléctrico espacialmente uniforme. Por regla general, se trata de zwitteriones. La electroforesis de partículas o moléculas cargadas positivamente (cationes) se denomina a veces cataforesis, mientras que la electroforesis de partículas o moléculas cargadas negativamente (aniones) se denomina a veces anaforesis'. La separación puede realizarse sobre la superficie hidratada de un soporte sólido (p. ej., electroforesis en papel o en acetato de celulosa), a través de una matriz porosa (electroforesis en gel), o bien en disolución (electroforesis libre). Dependiendo de la técnica que se use, la separación obedece en distinta medida a la carga eléctrica de las moléculas y a su masa.[1][2][3][4][5][6][7][8]

La electroforesis se usa en una gran mayoría en la materia del ADN recombinante ya que nos permite saber la carga que poseen los polipéptidos, y separar los diferentes polipéptidos resultantes de las variaciones del experimento del ADN recombinante. La variante de uso más común para el análisis de mezclas de proteínas o de ácidos nucleicos utiliza como soporte un gel, habitualmente de agarosa o de poliacrilamida. Los ácidos nucleicos ya disponen de una carga eléctrica negativa, que los dirigirá al polo positivo, mientras que las proteínas se cargan al unirse con sustancias como el SDS (detergente) que incorpora cargas negativas de una manera dependiente de la masa molecular de la proteína. Al poner la mezcla de moléculas y aplicar un campo eléctrico, estas se moverán y deberán ir pasando por la malla del gel (una red tridimensional de fibras cruzadas), por lo que las pequeñas se moverán mejor, más rápidamente. Así, las más pequeñas avanzarán más y las más grandes quedarán cerca del lugar de partida.[9]

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  • Electroforesis de proteínas (tutorial). Divulgación científica (IQOG-CSIC)
  • Corriente continua / electroforesis / electrolisis / Electroterapia
  • Electroforesis en geles de acrilamida.

Transcription

En este vídeo tutorial os mostraremos cómo realizar una electroforesis discontinua en geles de poliacrilamida / bis-acrilamida en presencia de SDS según el método de Laemmli en primer lugar el cristal superior se sitúa sobre el separador y ambos se fijan con el soporte de esta forma queda un espacio entre ambos de unos 0,75 milímetros al tratarse de un electroforesis discontinua primero preparamos el gel separador añadimos agua destilada el tampón del gel separador con un pH de 8,8 la mezcla de acrilamida / bis-acrilamida al 30% y el SDS que nos permite dotar a las proteínas de una relación carga/masa constante la polimerización del gel se inicia añadiendo persulfato amónico, un generador de radicales libres y por último el reactivo de TEMED que completa la polimerización la mezcla debe agitarse bien, para una completa homogeneización una vez homogénea, se añade al espacio que queda entre los cristales la mezcla debe ocupar aproximadamente una tercera parte del volumen total en la parte superior se añade una fina capa de agua con el fin de evitar el contacto de la mezcla con el aire favoreciendo así su polimerización al poco tiempo nuestra mezcla de gel separador habrá polimerizado completamente en este momento podemos retirar el agua que nos ayudó a aislar el gel de las condiciones oxidativas del aire El gel separador está listo A continuación preparamos el gel concentrador de la misma forma que previamente preparamos el gel separador las proporciones de los componentes cambian para generar un tamaño de poro mayor pH también se reduce a 6,8 El gel concentrador se sitúa en la parte superior y su función es la de concentrar las proteínas antes de su separación finalmente colocamos el peine esta pequeña pieza de plástico nos permite dar forma a los pocillos dónde cargaremos las muestras, de esta forma el sistema discontinuo está terminado con gel concentrador en la parte superior y el separador en la parte inferior el gel se sitúa en una serie de soportes que nos permite fijarlo a la cubeta de electroforesis el soporte central contiene los electrodos que nos permitirán suministrar corriente eléctrica al sistema una vez en contacto con el tampón de electroforesis una vez en la cubeta se añade el tampón de electroforesis de tal forma que cubran la totalidad del gel el peine se retira para acceder a los pocillos y cargar las muestras Esta pieza amarilla es una guía que nos permite identificar, una vez situada en la parte superior la posición de los pocillos con la posición de los pocillos podemos cargar nuestras muestras en el lugar indicado las muestras deben ser preparadas en presencia del llamado tampón de carga este tampón contiene entre otras cosas, glicerol, que permite aumentar la densidad de la muestra y que ésta se depositen el fondo del pocillo inundado además contiene un colorante el azul de bromofenol que nos indicarán la posición de las muestras durante la electroforesis Una vez cargadas las muestras retiramos la guía y conectamos los electrodos a una fuente eléctrica seleccionamos el voltaje adecuado e iniciamos la electroforesis el campo eléctrico generado por la fuente de corriente hace migrar las proteínas cargadas negativamente gracias al SDS desde la parte superior a la inferior del gel produciéndose en este trayecto su separación por tamaño una vez terminada la migración apagamos la fuente de corriente y retiramos el tampón de electroforesis que cubre el gel en la cubeta a continuación retiramos el gel de los soportes de fijación a la cubeta de electroforesis lavamos el gel con abundante agua para retirar los restos de tampón que podría interferir en el proceso de tinción ayudándonos de una cuña separamos los dos cristales para acceder al gel situado en su interior lavamos nuevamente con agua para retirar cualquier resto de tampón retiramos cuidadosamente el gel del cristal evitando que éste se rompa en el proceso añadimos el gel a un recipiente con solución de tinción suficiente para cubrirlo en su totalidad esta solución contiene Azul de Coomassie un reactivo capaz de teñir las proteínas de forma específica el gel debe incubarse en esta disolución el tiempo suficiente para que tenga lugar la tinción normalmente bajo agitación basta con unas horas para completarla una vez completada la tinción retiramos la solución colorante con cuidado de no perder el gel en el proceso el gel debe verse completamente azul en este momento lavamos con agua abundante y varias veces, para retirar toda la solución de tinción no fijada en el gel los lavados con agua no eliminan el el color azul fijado en el interior del gel por esta razón es necesario incubar el gel en una segunda disolución la disolución decolorante esta disolución elimina el colorante que no se ha unido de forma específica a las proteínas separadas en la electroforesis después de incubar el gel varias veces con la solución de colorante, podemos empezar a distinguir las bandas correspondientes a las proteínas separadas en la electroforesis la migración de las proteínas en el interior del gel es inversamente proporcional a su tamaño a menor tamaño mayor migración, es decir más cerca de la parte inferior del gel con ayuda de patrones de peso molecular podemos identificar las proteínas presentes en nuestras muestras

Historia

Los primeros trabajos con el principio básico de la electroforesis datan de principios del siglo XIX, basados en las leyes de Faraday de la electrólisis propuestas en el siglo XVIII y la temprana electroquímica. Los experimentos de Johann Wilhelm Hittorf, Walther Nernst y Friedrich Kohlrausch para medir las propiedades y el comportamiento de pequeños iones en movimiento a través de soluciones acuosas bajo la influencia de un campo eléctrico llevaron a descripciones matemáticas generales de la electroquímica de las soluciones acuosas. Kohlrausch creó las ecuaciones para diferentes concentraciones de partículas cargadas en movimiento , incluyendo los límites de movimiento afilados de las partículas que migran. A principios del siglo XX, los electroquímicos habían encontrado que tales límites de movimiento de partículas cargadas se podrían crear con tubos de vidrio en forma de U.

Los métodos de detección óptica de los límites en movimiento en líquidos fueron elaborados en la década de 1860 por August Toepler. Toepler midió las schlieren (sombras) o ligeras variaciones en las propiedades ópticas en soluciones no homogéneas. Este método combinado con los métodos teóricos y experimentales para la creación y el análisis de los límites en movimiento cargados sería la base del método de electroforesis límite en movimiento de Tiselius.

La electroforesis comenzó en serio con el trabajo de Arne Tiselius en el 1931, y los nuevos procesos de separación y técnicas de análisis químicos basados en la electroforesis continúan siendo desarrollados en el siglo XXI.[10]​ Tiselius, con el apoyo de la Fundación Rockefeller, desarrolló el "aparato de Tiselius" para la electroforesis límite de movimiento, que fue descrito en 1937 en el conocido artículo "A New Apparatus for Electrophoretic Analysis of Colloidal Mixtures" [Un nuevo aparato para el análisis electroforético de mezclas coloidales].[11]​ El método se extendió lentamente hasta el advenimiento de los métodos de la electroforesis de zona efectiva en los años 1940 y 1950, que utilizan papel de filtro o geles como apoyo a los medios de soporte. En la década de 1960, los métodos de electroforesis en gel se volvieron cada vez más sofisticados haciendo posible separar moléculas biológicas basadas en diminutas diferencias físicas y químicas, ayudando a impulsar el auge de la biología molecular. La electroforesis en gel y las técnicas relacionadas se convirtieron en la base para una amplia gama de métodos bioquímicos, tales como las huellas digitales de proteínas, la hibridación Southern y procedimientos de transferencia similares, secuenciación del ADN, y muchos más.

Caracterización de moléculas

Representación del transporte de una partícula cargada en un electrolito a través de un medio fluido viscoso bajo la influencia de un campo eléctrico externo.

La gran mayoría de macromoléculas están cargadas eléctricamente y, al igual que los electrolitos, se pueden clasificar en fuertes y débiles dependiendo de la constante de ionización de grupos ácidos y básicos. Por ejemplo los ácidos nucleicos son poliácidos fuertes.

Por lo general, para caracterizar la molécula se determina la velocidad a la que esta se mueve en un campo eléctrico y se utiliza para determinar, en el caso de proteínas, la masa molecular o para detectar cambios de aminoácidos y separar cuantitativamente distintas especies moleculares; en el caso de ácidos nucleicos se determina su tamaño, medido en pares de bases.

Velocidad de una molécula

Ilustración de parámetros que influyen en la velocidad de desplazamiento en la electroforesis.

Para separar distintas especies se crea un campo eléctrico para la molécula colocada en un líquido portador. Al generar este campo existirá una intensidad pasando constantemente del polo positivo al polo negativo, por lo tanto, actuará una fuerza sobre la molécula y esta experimentará una aceleración hasta obtener una velocidad en la que la resistencia, por viscosidad del medio, neutraliza la fuerza impulsora, es decir, la molécula se desplaza con una velocidad constante.

Donde es la carga y es la intensidad del campo eléctrico.

Se asume que la partícula es esférica y a partir de la Ley de Stokes se obtiene que

donde R es el radio de la esfera, ν su velocidad y η la viscosidad del fluido.

Por lo tanto la velocidad será:

Esta velocidad se alcanza a los pocos segundos, por consiguiente se puede concluir que es constante durante todo el experimento.

Movilidad molecular

La movilidad molecular () es una magnitud característica de la partícula o molécula que refleja la velocidad relativa a la fuerza del campo.

A partir de la ecuación de velocidad se obtiene que:

Que también puede ser expresada por:

Donde el número de electrones y es la carga del electrón.

La movilidad depende de la carga de la partícula que, a su vez, depende del pH del medio en el que se encuentre. Por esta razón es necesario indicar el electrolito o el pH utilizado para determinar la movilidad.

Factores que afectan a la electroforesis

En general la electroforesis depende directamente del campo eléctrico y este depende de distintos parámetros. Basándose en la ley de Ohm se tiene que

Diferencia de potencial (V): define el campo eléctrico; la velocidad de avance es directamente proporcional a ella.

Resistencia (R): la movilidad de las moléculas es inversamente proporcional a ella.

Intensidad (I) : cuantifica el flujo de carga eléctrica, se relaciona directamente con la distancia recorrida por las moléculas.

Por último, otro factor que afecta significativamente a la electroforesis es la temperatura, esta es importante puesto que por el efecto Joule el paso de una corriente eléctrica va a producir calor y este es directamente proporcional a la diferencia de potencial y a la resistencia. Por lo tanto, es necesario controlar de manera estricta la temperatura para que esta no afecte a la muestra desnaturalizándola.

Uso

La electroforesis se utiliza principalmente como método de análisis en biología y medicina. Las aplicaciones más importantes incluyen la electroforesis sérica , así como el análisis de ADN en forma de fragmentos y la secuenciación de ADN.[12]​ Esto aprovecha la posibilidad de separar moléculas de diferentes longitudes entre sí. Para determinar los valores medidos de un gel como Por ejemplo, para distancias de carrera, masas molares, cuantificación o normalización, se utiliza un software de evaluación especializado. La electroforesis también constituye la base para la separación de proteínas y para los procesos de alta tecnología de la investigación del proteoma. La representación gráfica de los resultados es un electroferograma. Además de los procedimientos analíticos, también se utilizan procedimientos de electroforesis preparativa (incluida la electroforesis de flujo libre) para obtener cantidades de miligramos de proteínas purificadas.

Referencias

  1. Lyklema, J. (1995). Fundamentals of Interface and Colloid Science 2. p. 3.208. 
  2. Hunter, R.J. (1989). Foundations of Colloid Science. Oxford University Press. 
  3. Dukhin, S.S.; Derjaguin, B.V. (1974). Electrokinetic Phenomena. J. Wiley and Sons. 
  4. Russel, W.B.; Saville, D.A.; Schowalter, W.R. (1989). Colloidal Dispersions. Cambridge University Press. ISBN 9780521341882. (requiere registro). 
  5. Kruyt, H.R. (1952). Colloid Science. 1, Irreversible systems. Elsevier. 
  6. Dukhin, A.S.; Goetz, P.J. (2017). Characterization of liquids, nano- and micro- particulates and porous bodies using Ultrasound. Elsevier. ISBN 978-0-444-63908-0. 
  7. Anderson, J.L. (January 1989). «Colloid Transport by Interfacial Forces». Annual Review of Fluid Mechanics (en inglés) 21 (1): 61-99. Bibcode:1989AnRFM..21...61A. ISSN 0066-4189. doi:10.1146/annurev.fl.21.010189.000425. 
  8. Michov, B. (2022). Electrophoresis Fundamentals: Essential Theory and Practice. De Gruyter, ISBN 9783110761627. ISBN 9783110761641. doi:10.1515/9783110761641. 
  9. Illán Morales Becerril. «Electroforésis». Archivado desde el original el 4 de septiembre de 2013. Consultado el 17 de abril de 2017. 
  10. Malhotra, P. (2023). Analytical Chemistry: Basic Techniques and Methods. Springer, ISBN 9783031267567. p. 346. 
  11. Tiselius, Arne (1937). «A new apparatus for electrophoretic analysis of colloidal mixtures». Transactions of the Faraday Society 33: 524-531. doi:10.1039/TF9373300524. 
  12. França, L. T. C. (2002). «A review of DNA sequencing techniques.». Quarterly Reviews of Biophysics 35 (2).

Bibliografía

  • Voet and Voet (1990). Biochemistry. John Wiley & Sons. (requiere registro). 
  • Jahn, G.C.; D.W. Hall; S.G. Zam (1986). «A comparison of the life cycles of two Amblyospora (Microspora: Amblyosporidae) in the mosquitoes Culex salinarius and Culex tarsalis Coquillett». J. Florida Anti-Mosquito Assoc. 57: 24-27. 
  • Khattak, M.N.; R.C. Matthews (1993). «Genetic relatedness of Bordetella species as determined by macrorestriction digests resolved by pulsed-field gel electrophoresis». Int. J. Syst. Bacteriol. 43 (4): 659-64. PMID 8240949. doi:10.1099/00207713-43-4-659. 
  • Barz, D.P.J.; P. Ehrhard (2005). «Model and verification of electrokinetic flow and transport in a micro-electrophoresis device». Lab Chip 5 (9): 949-958. PMID 16100579. doi:10.1039/b503696h. 
  • Shim, J.; P. Dutta; C.F. Ivory (2007). «Modeling and simulation of IEF in 2-D microgeometries». Electrophoresis 28 (4): 527-586. PMID 17253629. S2CID 23274096. doi:10.1002/elps.200600402. 

Véase también

Enlaces externos

Esta página se editó por última vez el 27 may 2024 a las 10:27.
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